Die tiermedizinische Literatur zur Aktivität bzw. zum Gehalt von hämostatisch aktiven Proteinen im Plasmaanteil von kühl gelagerten Vollblutkonserven ist unzureichend, um Empfehlungen hinsichtlich des klinischen Einsatzes dieser Blutproduktkomponente als Ersatz für Plasmaprodukte zu geben. Ebenso ist unklar, ob es hämostatisch äquivalent zu frischem Vollblut ist. Insbesondere Proteine der Fibrinolyse wurden hierbei bisher nicht betrachtet. Auch fehlt die Betrachtung bei Einsatz unterschiedlicher Antikoagulanzien/Additivlösungen, was aufgrund der in der Veterinärmedizin bekannten Einflüsse auf die zellulären Bestandteile des Vollblutes und der in der Humanmedizin nachgewiesenen Veränderungen im Plasma von Interesse ist. Aus diesem Grund sollte die vorliegende Arbeit den Einfluss der Lagerungsdauer auf Aktivitäten bzw. Gehalte der prokoagulatorischen und antikoagulatorischen Faktoren bzw. Fibrinolysemarker des Plasmaanteils von Vollblutkonserven während einer 28-tägigen Lagerung bei 4 °C untersuchen. Darüber hinaus sollte der Einfluss zweier Antikoagulantien/Additivlösungen (Citrat-Phosphat-Dextrose (CPD)/Phosphat, Adenin, Glukose, Guanosin, Kochsalzlösung und Mannitol (PAGGS-M) auf die hämostatisch aktiven Proteine betrachten werden. Die Hypothese bezüglich der Lagerungsdauer war, dass der Gehalt bzw. die Aktivität der hämostatisch aktiven Proteine an Tag fünfzehn der Lagerung über oder gleich fünfzig Prozent des Ausgangswertes liegen sollte. Darüber hinaus wurde von einem fehlenden signifikanten Unterschied der Gehalte bzw. Aktivitäten zwischen den unterschiedlich antikoagulierten/konservierten Konserven ausgegangen. Mit einer Ausnahme wurde hier bei Faktor V gerechnet. Die für die Untersuchungen benötigten Blutprodukte wurden während eines vorherigen, vom Regierungspräsidium genehmigten Dissertationsprojektes (V 54 - 19 c 20 15 h 02 GI 18/17 kTV 16/2020) hergestellt. Hierzu wurden 21 Hunde aus dem Blutspenderpool der Klinik während einer Routineblutspende zwischen dem 13. Januar und 01. März 2021 rekrutiert. Ausgewählt wurden hierbei ausgewachsene Tiere zwischen einem und zehn Jahren, die bei physiologischem Body Condition Score ein Körpergewicht von mehr als 27 kg und einen ruhigen Habitus aufwiesen sowie entsprechend der Empfehlung der zuständigen Kommissionen/Fachgesellschaften geimpft und antiparasitär behandelt waren. Die Tiere wiesen darüber hinaus eine unauffällige Anamnese, klinische Untersuchung und Basislabordiagnostik auf. Trächtige Tiere, Tiere mit die Hämostase beeinflussenden Grunderkrankungen oder Tiere, die in ihrem Leben zuvor Blutprodukte erhalten haben, wurden ausgeschlossen. Auslandsaufenthalte wurden nach Abwägung zugelassen. Den Hunden wurden jeweils ca. 450 ml Blut entnommen und anschließend wurde das Blut von jeweils drei Tieren zu einem Pool kombiniert (220 ml je Tier). Aus den sieben Poolbeuteln wurden anschließend je zweimal fünfzig Milliliter entnommen und in entsprechende Transferbeutel überführt. Einer der Transferbeutel wurde nicht weiterverarbeitet und stellte den Beutel mit CPD (VB) dar. Wohingegen dem anderen Beutel zusätzlich elf Milliliter PAGGS-M zugesetzt wurden (VB-PAGGS). Die Transferbeutel wurden anschließend für 28 Tage bei 4 °C aufrecht gelagert und alle zwei Tage mehrfach geschwenkt. Probenentnahmen zur Gewinnung des Plasmaanteils zu Analysezwecken für die vorliegende Arbeit fanden nach null, einem, drei, fünf, zehn, fünfzehn, 21 und 28 Tagen statt. Aus den zuvor bei -80 °C gelagerten Proben wurden anschließend prokoagulatorische Faktoren (Faktor V (FV), VII (FVII), VIII (FVIII), IX (FIX), X (FX); Fibrinogen (Fib) und Von-Willebrand-Faktor-Antigen (vWF-Ag)), Gerinnungsinhibitoren und Fibrinolysemarker (Antithrombin (AT), Protein C (PC), Protein S (PS), D-Dimere (DDIM)) sowie Gerinnungszeiten (Prothrombinzeit (PT) und aktivierte partielle Thromboplastinzeit (aPTT)) bestimmt. Verwendet wurde zu diesem Zweck ein automatisiertes Gerinnungsanalysegerät (STA Compact Max 3® Diagnostica Stago S.A.S., Asnières-sur-Seine, France). Wie im Rahmen der Lagerung zu erwarten war, nahm die Aktivität bzw. der Gehalt der hämostatisch aktiven Proteine im Verlauf der Lagerung ab. Hierbei fiel der Mittelwert der Pools aller pro- und antikoagulatorischen Faktoren bis spätestens Tag 28 signifikant (FV, FVIII, vWF-Ag, PC p < 0,0001; FIX p = 0,0001; AT p = 0,0002; PS p = 0,0005; FX p = 0,0012; FVII p = 0,0017; Fib p = 0,0034) ab. Allerdings blieb mit Ausnahme von FVIII und PS, die an Tag fünfzehn 62 bzw. 64 % ihrer Aktivität verloren hatten, bei den anderen hämostatisch aktiven Proteinen mehr als fünfzig Prozent der Ausgangsaktivität bzw. des Gehalts vorhanden. Bis auf PS, bei dem sich zu keinem Zeitpunkt ein signifikanter Unterschied der Aktivität zwischen den VB- und VB-PAGGS-Konserven fand (p = 0,34), zeigten alle anderen Proteine zu mindestens einem Zeitpunkt signifikant niedrigere Aktivitäten (FVII, FIX, FX p < 0,0001; FV p = 0,0002; FVIII p = 0,0016; AT p = 0,0018; PC p = 0,0024; vWF-Ag p = 0,0029; Fib p = 0,013) in den VB-PAGGS-Konserven. Die DDIM zeigten weder über die Zeit (p = 0,44) noch zwischen den Medien (p = 0,22) einen signifikanten Unterschied. Die PT (p < 0,0001) und aPTT (p = 0,018) zeigten einen signifikanten Anstieg über die Zeit sowie die PT signifikant erhöhte Zeiten in den VB-PAGGS-Konserven (p = 0,0046) im Vergleich zu den VB-Konserven. Im Gegensatz dazu fanden sich bei der aPTT (p = 0,064) keine signifikanten Unterschiede zwischen den beiden Zusätzen. Aufgrund der vorliegenden Ergebnisse kann der Plasmaanteil von Vollblutkonserven, die analog zu den in der Studie untersuchten Bedingungen gelagert wurden, als gute Alternative zu anderen Plasmaprodukten eingesetzt werden, insofern das Ziel nicht die Substitution von FVIII oder PS ist. Die Verwendung von VB-PAGGS-Konserven sollte mit Ausnahme des Einsatzes zur Substitution von PS, aufgrund der niedrigeren Aktivitäten bzw. Gehalte der hämostatisch aktiven Proteine zu diesem Zweck vermieden werden.
